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Regensburger Forschende sind Teil einer weltweiten Studie

Förster Resonanz-Energie-Transfer wird als Nanometermaß für Proteine verwendet. Dazu werden in das Protein (weiß) zwei fluoreszierende Farbstoffe (rot, cyan) eingebaut und die Probe mit einem Laser angeregt. (Foto: © Dr. Kevin Kramm)Förster Resonanz-Energie-Transfer wird als Nanometermaß für Proteine verwendet. Dazu werden in das Protein (weiß) zwei fluoreszierende Farbstoffe (rot, cyan) eingebaut und die Probe mit einem Laser angeregt. (Foto: © Dr. Kevin Kramm)
Wie präzise kann man die Bewegung von Biomolekülen mithilfe von Licht vermessen? Diese Frage wurde in einer weltweiten blinden Vergleichsstudie beantwortet. 19 Laboratorien, darunter auch das Team um Prof. Dr. Dina Grohmann vom Lehrstuhl für Mikrobiologie der Universität Regensburg, haben die dynamischen Abstandsänderungen in Proteinen gemessen und ihre Genauigkeit mit anderen Gruppen verglichen. Die Ergebnisse der Studie, die Prof. Dr. Thorben Cordes und Prof. Dr. Don C. Lamb von der LMU München sowie Prof. Dr. Claus Seidel von der HHU Düsseldorf und Dr. Anders Barth von der TU Delft initiiert und koordiniert wurde, sind jetzt in der Fachzeitschrift Nature Methods veröffentlicht worden.
Proteine sind Biomoleküle, die in allen Zellen lebenswichtige Prozesse steuern und ausführen. Ihnen live bei der Arbeit zuzusehen ist daher für die Aufklärung unserer Zellfunktionen von enormer Bedeutung. Für ihre Untersuchungen nutzten die Forscherteams den so genannten Förster Resonanz-Energie-Transfer (FRET). Bei diesem Verfahren werden zwei synthetische Farbstoffmoleküle in das Protein eingebaut. Wird nun einer dieser Farbstoffe mit einem Laser angeregt, kann seine Energie strahlungsfrei auf das andere Farbstoffmolekül übertragen werden. Die Effizienz der Energieübertragung hängt dabei vom Abstand der beiden Farbstoffmoleküle ab und kann so genutzt werden, um minimale Änderungen der Proteinstruktur zu detektieren und somit quasi die „molekulare Gymnastik“ des Proteins zu beobachten. Doch wie präzise und reproduzierbar ist diese Methode? Diese Frage stellte sich auch deshalb, weil es kein kommerzielles Standardgerät für diese Messmethode gibt. Jedes Forscherteam baut zumeist sein eigenes FRET-Mikroskop und auch die Software für die Datenauswertung ist nicht standardisiert. Daher wurde in einem blinden Verfahren an jedes der 19 Teams die gleiche Probe gesandt und darum gebeten, die ausgewerteten Datensätze an das Organisationsteam zurückzusenden, ohne das die Forscher*innen die Identität des Proteins kannten oder Informationen über die Proteinstruktur erhalten hatten.
„Am Anfang hatte ich natürlich die Befürchtung, dass unsere Messdaten die Ausreißer unter den Teams sein könnten. Umso mehr hat es mich am Ende gefreut, dass unsere Ergebnisse sehr nahe am Durchschnitt der Studie lagen.“ berichtet Dr. Kevin Kramm, der die Messungen im Labor von Prof. Dr. Grohmanndurchgeführt hat. Die Forscherteams konnten Strukturänderungen in Proteinen mit einer Genauigkeit von weniger als einem Nanometer und auf Zeitskalen von weniger als einer Millisekunde bestimmen. Die Ergebnisse der Studie haben daher die Zuverlässigkeit und Präzision von FRET-Messungen an Proteinkomplexen bestätigt und damit den Werkzeugkasten der Strukturbiologie um ein weiteres vielseitiges Instrument bereichert. Die Forschenden hoffen die Methode auch in Zukunft weiter verfeinern und damit das Verständnis dynamischer Prozesse in Zellen vorantreiben zu können. „Das ist ein fantastisches Ergebnis für die gesamte FRET-Community und stärkt das Vertrauen in die Messmethode, die wir seit Jahren nutzen und schätzen. Die Studie zeigt auch, wie gut die internationale Zusammenarbeit zwischen verschiedenen Laboren funktioniert“, kommentiert Prof. Dr. Dina Grohmann, Leiterin des Lehrstuhls für Mikrobiologie und des Archaeenzentrums der Universität Regensburg.
Link zur Originalpublikation:
https://www.nature.com/articles/s41592-023-01807-0
 
 
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